BIOCHIMICA APPLICATA

Conferire conoscenze ed acquisire competenze relative ai fondamenti logici delle varie metodologie e tecniche strumentali coinvolte nella sperimentazione biochimica e biomolecolare. Fornire gli strumenti cognitivi per seguire gli sviluppi della genetica molecolare e dei relativi protocolli per l'identificazione, il clonaggio con i suoi vettori, il sequenziamento e l'espressione genica che hanno rivoluzionato la conoscenza dei processi biologici a livello molecolare, contribuendo al carattere interdisciplinare del corso.

Secondo quanto riportato nel RAD, Art. 12, Crediti Formativi Universitari (CFU), nel carico standard di 25 ore di impegno complessivo dello studente/ssa, corrispkndente ad un credito, possono rientrare: 

a) 7 ore dedicate a lezioni frontali o ad attività didattiche equivalenti e le restanti allo studio individuale;

b) almeno 12 ore e non piú di 15 ore dedicate ad esercitazioni o attività assistite equivalenti (laboratori) e le restanti allo studio ed alla rielaborazione personale. 

Saranno effettuate lezioni di didattica frontale con proiezione di diapositive. La didattica dell'insegnamento è sviluppata per stimolare la capacità di apprendimento degli studenti sul programma del corso. Qualora l'insegnamento venisse effettuato in modalità mista o a distanza potranno essere inserite le necessarie variazioni rispetto a quanto riportato nel syllabus. 

Informazioni per gli studenti con disabilità e/o DSA 

A garanzia di pari opportunità e nel rispetto delle leggi vigenti, gli studenti interessati possono chiedere un colloquio personale, al fine a programmare eventuali misure compensative e/o compensative, in base agli obiettivi didattici ed alle specifiche esigenze. Lo studente può rivolgersi anche al Docente referente CInAP (Centro per l'integrazione Attiva e Partecipata- Servizi per la Disabilià e/o i DSA) del Dipartimento di Scienze del Farmaco e della Salute, prof.ssa Santina Chiechio.

Conoscenze di base di Biochimica, Chimica Organica, Biologia e Microbiologia.

Obbligatoria (almeno al 70 % delle lezioni) secondo le norme del Regolamento didattico del CdS in CTF come riportato nel seguente link: http://www.dsf.unict.it/corsi/lm-13_ctf/regolamento-didattico.

Principi della ricerca biochimica. Preparazione e manipolazione di campioni biologici. Uso e preparazione di soluzioni tampone. Rottura di cellule; preparazione e purificazione di organelli cellulari; centrifugazione: centrifughe, rotori, centrifugazione differenziale e di isodensità all'equilibrio con esempi applicativi (separazione di organelli cellulari, purificazione di acidi nucleici). 

Modelli di sperimentazione biologica: Animale intero, organi perfusi, sezioni di tessuto. Soluzioni tampone. Colture cellulari. Il laboratorio per colture di cellule. Sterilizzazione. Metodiche colturali: colture primarie, secondarie, linee cellulari. Medium di coltura. Separazione ed analisi delle popolazioni di cellule. Conta cellulare. Crio-conservazione. Citometria a flusso, FACS e MACS.

Tecniche microscopiche. Microscopio ottico. Sezionamento ottico. Imaging di cellule e tessuti viventi.Stereomicroscopio. Imaging e biochimica. Tecniche specializzate di imaging.

Tecniche elettroforetiche: Principi generali. Elettroforesi zonale su acetato di cellulosa; proteine sieriche. Elettroforesi su gel: agarosio, poliacrilamide gel elettroforesi (PAGE e SDS-PAGE). Isoelettrofocalizzazione (IEF). Elettroforesi bidimensionale (applicazioni allo studio del proteoma). Metodi di rivelazione e valutazioni quantitative (colorazioni “in gel” e in seguito a blotting). Elettroforesi capillare.

Tecniche cromatografiche per la purificazione, separazione, identificazione e analisi quantitativa di molecole a basso (metaboliti, farmaci, ormoni, etc.) ed elevato (acidi nucleici e proteine) PM: Principi generali. Cenni sulla TLC. Cromatografia a scambio ionico. Cromatografia ad esclusione, Cromatografia di affinità. HPLC e GC (fasi stazionarie, rivelatori e principali applicazioni).

Spettrofotometria UV-Visibile: Richiami sulla natura delle radiazioni elettromagnetiche. Spettrofotometria UV-VIS (principi, strumentazione ed applicazioni). Spettri di assorbimento. Legge di Lambert-Beer e sue applicazioni quantitative. Concetto di retta di calibrazione. Dosaggio spettrofotometrico della concentrazione proteica. Applicazione della spettrofotometria nei dosaggi enzimatici.

Spettrofluorimetria (principi generali e applicazioni) e Chemiluminescenza. Citofluorimetria a flusso e “cell sorting”. Cenni di Luminometria.

Tecniche immunochimiche. Struttura degli anticorpi, reazione antigene-anticorpo. Produzione di antisieri, anticorpi monoclonali. Metodi di analisi: reazione di immunoprecipitazione in fase libera ed in gel, immunodiffusione; metodi radioimmunologici: RIA ed IRMA; dosaggi immunoenzimatici: EMIT, ELISA e PEIA. Dosaggi ormonali: metodiche e applicazioni.

Tecniche elettrochimiche. Elettrodo ad ossigeno; studi sulla respirazione mitocondriale. Biosensori.

Tecniche cromatografiche per la purificazione, separazione, identificazione e analisi quantitativa di molecole a basso (metaboliti, farmaci, ormoni, etc.) ed elevato (acidi nucleici e proteine) PM: Principi generali. Cenni sulla TLC. Cromatografia a scambio ionico. Cromatografia ad esclusione, Cromatografia di affinità. HPLC e GC (fasi stazionarie, rivelatori e principali applicazioni).

Metodi radioisotopici. Principi, strumentazione ed applicazioni. Richiami sui tipi di decadimento radioattivo. Energia e velocità del decadimento radioattivo. Rivelazione e misura della radioattività. Efficienza di conteggio e quenching. Autoradiografia. Applicazioni dei radioisotopi in biochimica. Applicazione dei radioisotopi nell'analisi clinica.

Tecniche di spettrometria di massa per l’analisi qualitativa e quantitativa di molecole a basso (metaboliti, farmaci, ormoni, etc.) ed elevato (acidi nucleici e proteine) peso molecolare. Principi generali e strumentazione (sorgenti e analizzatori).

Tecniche per lo studio delle proteine: metodi per il sequenziamento, la determinazione della struttura secondaria e terziaria, e delle modificazioni post-traduzionali e mutazioni. Cenni di proteomica.

Metodi di marcatura di molecole biologiche: Richiami sui tipi di decadimento radioattivo. Energia e velocità del decadimento radioattivo. Rivelazione e misura della radioattività mediante scintillazione. Autoradiografia. Marcatura con sistemi non radioattivi.

Generalità sugli acidi nucleici. Manipolazione degli acidi nucleici: strumenti e tecniche di base. Isolamento di DNA e RNA. Estrazione automatizzata mediante kit degli acidi nucleici. Elettroforesi degli acidi nucleici. Analisi automatizzata dei frammenti di acidi nucleici. Elementi di bioinformatica.

Tecniche di biologia molecolare. Tecnologia del DNA ricombinante: principi generali. Reazione a Catena della Polimerasi (PCR): principi e applicazioni diagnostiche. Identificazione di specifiche sequenze di DNA ed RNA: ibridizzazione di Southern (Southern blotting) e applicazioni nella diagnosi di malattie genetiche. Northern blotting e applicazioni nello studio dell'espressione genica. Valutazione dell'espressione genica: la tecnica del DNA microarray.

Il corso include esercitazioni pratiche in laboratorio obbligatorie su alcuni degli argomenti trattati nel corso.

Wilson K., Walzer J.: Biochimica e biologia molecolare: principi e tecniche. Ed. Raffaello Cortina Editore.

Ninfa A.J., Ballou D.P.: Metodologie di base per la biochimica e la biotecnologia. Ed. Zanichelli.

D.L. Nelson, M.M. Cox: I Principi di Biochimica di Lehninger, VII Edizione 2018, Ed. Zanichelli.

La verifica dell'apprendimento è costituita da una prova orale. La verifica dell’apprendimento potrà essere effettuata anche per via telematica, qualora le condizioni lo dovessero richiedere.

La valutazione finale (voto d’esame) verrà effettuata in base alla pertinenza delle risposte rispetto alle domande formulate, alla qualità dei contenuti, alla capacità di collegare gli argomenti oggetto del programma, alla capacità di formulare esempi, alla proprietà di linguaggio tecnico e alla capacità espressiva complessiva dello studente.

Date appelli

Le date di esami sono pubblicate sul sito del Dipartimento di Scienze del Farmaco e della Salute https://www.dsf.unict.it/sites/default/files/2025-07-24-calendario%20esami%20CTF.pdf

Informazioni per studenti con disabilità e/o DSA
Per garantire pari opportunità e nel rispetto della normativa vigente, gli studenti interessati possono richiedere un colloquio individuale, al fine di pianificare eventuali misure compensative e/o compensative, in base agli obiettivi formativi e alle specifiche esigenze. Lo studente può inoltre contattare il docente referente del Dipartimento (CInAP - Centro per l'Integrazione Attiva e Partecipata - Servizi per Disabilità e/o DSA).

1. Colture cellulari. Tecniche elettroforetiche. Principi di base della fluorescenza. Tecniche di silenziamento genico. PCR.

2. Microscopio a fluorescenza e a scansione laser confocale. Citofluorimetro. MALDI e MALDI-TOF. HPLC. Western Blot.

3. Cellule staminali. Produzione di anticorpi policlonali e monoclonali. Tecniche di clonaggio. Proteine terapeutiche. ELISA.